Роль гликогена в биологическом цикле развития возбудителей трихинеллёза



Представлен литературный обзор о роли гликогена в биологическом цикле развития возбудителей опасных гельминтов — трихинелл. Описываются практические и теоретические данные по накоплению, содержанию и расходованию энергетического материала в процессе развития паразита. Содержание работы описывает жизненный цикл возбудителей паразитоза, морфогенез личинок различных стадий развития и половозрелых особей, биохимическую трансформацию молекул гликогена в теле возбудителя и в окружающих тканях. Представлены количественные и качественные характеристики энергетического материала в личинках и половозрелых гельминтах.

Ключевые слова: гельминт, гликоген, взрослые особи, личинка, Trichinella.

The literary review about a glycogen role in a biological cycle of development of activators of dangerous helminthes — trichinella is submitted. Practical and theoretical data on accumulation, contents and consumption of power material in development of a parasite are described. Content of work describes life cycle of activators of a parazitozis, a morphgenesis of larvae of various stages of development and puberal individuals, biochemical transformation of molecules of a glycogen in a body of the activator and in environmental fabrics. The quantitative and qualitative characteristics of power material in larvae and puberal helminthes are presented.

Keywords: helminthes, glycogen, adult individuals, larva, Trichinella

Гликоген играет важную роль в жизнедеятельности организма, являясь легкодоступным источником энергии для различных метаболических процессов в клетках. Он хранится в цитозоле клеток в форме гранул, с которыми связаны ферменты, участвующие в метаболизме данного полисахарида, что облегчает их взаимодействие с субстратом. Метаболизм гликогена отличается необычайной сложностью, а его регуляция осуществляется с помощью сложнейших механизмов, включающих различные ферменты, гормоны, ингибиторы и активаторы ферментов, а также ионы металлов [1–3].

Цель исследования— теоретически выявить наличие энергосберегающих веществ в различных стадиях морфогенеза гельминта, а такжепроследить биологическую трансформацию гликогена у возбудителей трихинеллеза.

Материалы иметоды исследования. Представленный информационный материал обобщает отрывочные данные различных источников литературы по содержанию энергетических составляющих, в частности, гликогена, на разных стадиях развития возбудителей трихинеллеза животных и птиц.

Результаты исследований иих обсуждение. Круглые черви обладают рядом прогрессивных черт организации по сравнению с плоскими червями царства животных. Снаружи нематоды покрыты кожно-мускульным мешком, образованным кутикулой, гиподермой и одним слоем продольных мышц. В гиподерме активно протекают обменные процессы, и происходит интенсивный биосинтез. Возбудители трихинеллеза, как и многие другие паразитические гельминты, являются депонентами энергетического материала, в том числе и гликогена.

Максимальную положительную реакцию на присутствие гликогена у трихинелл проявляют стихоциты — клетки стихозомы, хорошо выраженные на переднем конце тела. Сильная ШИК-реакция характерна также для гиподермы, и плазматических сумок соматических мышечных клеток: гликоген в них концентрируется в плотные глыбки [4].

Пищеварительная система половозрелых трихинелл представлена ротовым отверстием, пищеводом, стихозомой, состоящей приблизительно из 50 клеток, и кишечником. Передняя четверть пищевода хорошо различима и заканчивается псевдобульбусом, затем пищевод окружен с трех сторон стихозомой, свободная сторона пищевода покрыта тканью, состоящей из мышечных элементов. По Геллеру Э. Р. (1976) каждый стихоцит покрыт оболочкой в 50 А толщиной, а расстояние между ними достигает 200 А. Клетки эти имеют зернистую структуру, содержащую гликоген. Е. В. Тимонов (1970) наблюдал чередование стихоцитов в люминесцентном микроскопе на живых трихинеллах. Э. В. Переверзева (1972) показала, что стихоциты неоднородны по своей природе. Наблюдается чередование зернистых и незернистых клеток. Считается, что стихоциты выделяют пищеварительный сок, поступающий в просвет пищевода, а также выполняют роль депо для резервных веществ. Нет сомнения, что стихоциты являются железистыми клетками, функция которых меняется с возрастом трихинелл [5–7].

При длине самцов Trichinella spiralis 1,4‒2 мм стихозома имеет длину до 0,51 мм, при длине самок 3‒4 мм — до 0,55 мм. При длине самцов Trichinella pseudospiralis 0,62‒0,9 мм длина стихозомы составляет 0,27‒0,35 мм, самок при длине тела 1,26‒2,10 мм — 0,32‒0,4 мм, личинок при длине тела 0,65‒0,85 мм — 0,38‒0,44 мм [8].

Пенькова Р. А. (1975) указывает, что у T. pseudospiralis установлено меньшее число стихоцитов (49‒54 у самцов и 39‒42 у самок по сравнению с 53‒59 и 44‒47 у самцов и самок T. spiralis и T. nativa) и несколько иная форма этих клеток [9].

Освобождение личинок трихинелл от капсул начинается сразу же при попадании их в желудок хозяина и идет параллельно с перевариванием мышц. В первые часы развития в кишечнике хозяина у трихинеллы происходят очень высокие энергетические затраты, связанные с внедрением в слизистую кишечника, органогенезом, подготовкой к размножению и процессом первой линьки. В этот период стихоциты уменьшаются в длину с 55 до 35 мкм. Из-за слабой проницаемости кутикулы в это время запасной питательный материал поступает в среднюю кишку и расщепляется там, очевидно, до олиго- и моносахаридов. Последние проходят через стенку средней кишки, состоящей, как известно, из однослойного эпителия, в схизоцель, а оттуда — к другим внутренним органам. В длину самка к 6 дню после заражения вырастает с 1,27 (T. spiralis) до 3,3 мм, самец до 2,1 мм. Сравнение размеров всей трихинеллы и органов, расположенных в переднем, среднем и заднем отделах тела, позволяет сделать вывод, что рост паразита происходит в основном за счет участка тела, соответствующего средней кишке [10, 11].

После 20 часов развития в кишечнике хозяина функцию питания и удаления метаболитов у трихинелл принимает на себя кутикула, проницаемость которой к этому сроку увеличивается в 8 раз. Поступлению пищевых мономеров, кислорода, воды и низкомолекулярных и органических соединений через кутикулу и доставке их ко всем органам способствуют энергичные движения трихинеллы, которые наблюдаются при 37‒38°С. После 20 часов развития проницаемость кутикулы трихинелл практически не изменяется, средняя кишка ее свободна от пищевых масс, но она не атрофируется. При изменениях нормальных условий в кишечнике хозяина (полное отсутствие экзогенной пищи) наблюдаются интенсивная вакуолизация стихозомы, резкое уменьшение содержания гликогена и появление каплевидного содержимого в средней кишке. Пребывание трихинелл в кишечнике голодающих мышей более двух суток приводит к необратимым изменениям, вызывающим деструкцию и гибель паразитов [12].

Как и все нематоды, трихинеллы до половой зрелости проходят несколько линек. При этом у личинок трихинелл, превращающихся и линяющих на 3 и 4-ой стадии развития в половозрелых гельминтов, сильно начинает расходоваться гликоген, и к 10‒12 дню его следов в теле взрослого гельминта уже не обнаруживают. В работе Kozar и соавт. (1966) указывается, что последние не накапливают гликогена, а используют его запасы, образовавшиеся в личиночной стадии развития [13]. Трихинеллы имеют аэробный обмен веществ [14] и обладают полным циклом трикарбоновых кислот [15].

Паразитируя на поверхности эпителия и частично проникая под него передним концом, трихинеллы могут использовать кислород из зоны щеточной каймы, в которой содержится небольшое его количество, поступающее с пищей, а также получать из тканей.

В кишечнике хозяина приживается лишь часть попавших туда мышечных личинок. Э. Р. Геллер и Л. Ф. Гридасова (1968) установили, что приживаемость зависит, в частности, и от возраста мышечных личинок. Восьмимесячных личинок проживает в кишечнике белых мышей больше, чем двухмесячных. Вероятно, при дальнейшем увеличении возраста личинок приживаемость их снижается, так как при заражении крыс 32-месячными личинками через 10 часов в кишечнике была обнаружена лишь одна трихинелла [16, 17].

У 40-часовых самок в матке обнаруживаются первые яйца. Развивающиеся эмбрионы трихинелл имеют очень тонкую оболочку. У них отсутствуют желточные клетки и запасы гликогена. Следовательно, питание эмбриона возможно за счет веществ, содержащихся в полости матки. На 3–4 (Т.pseudospiralis на 7-е сутки) сутки самки начинают отрождать личинок. Они содержат незначительное количество гликогена [5, 7, 8].

Молодые трихинеллы имеют нитевидную форму и длину 0,12–0,18 мм, попав в лимфатические щели стенок тонких кишок, они с пищевым химусом проникают в лимфу. Током лимфы трихинеллы заносятся в грудной лимфатический проток, затем попадают в кровь и разносятся по организму. В период миграции личинки находятся в крови незначительное время, не изменяются морфологически и не растут. Мигрирующие личинки, видимо, способны усваивать через покровы пищевые мономеры из крови и лимфы, так как кутикула их обладает высокой проницаемостью. Миграция по крови у мышей продолжается до 12 дня после заражения. После внедрения в мышечные волокна, где ювенильные личинки находят все необходимые условия для развития, начинается интенсивный органогенез, трихинеллы увеличиваются в длину более чем в 10 раз, притом рост личинок происходит сначала больше в ширину, чем в длину. С 7 дня инвазирования накапливают из окружающей среды глюкозу и вызывают усиленный гликолиз. Трихинеллы становятся инвазионными на 16‒17-й день после заражения, когда у большинства личинок заканчивается органогенез. По результатам биопробы основная масса личинок становится инвазионными к 19‒20 дням после заражения. Накопление гликогена инвазионными личинками играет несомненную роль в выживаемости их в мышцах и приживаемости в кишечнике, а также в наступлении половой зрелости [15, 16].

Некоторые исследователи установили, что уровень глюкозы в крови у инфицированных мышей ниже, чем у неинфицированных животных в период между 4 и 28 днями инвазии трихинеллами. Отмечено увеличение содержания гликогена в мышцах диафрагмы мыши, инфицированной трихинеллой, между 16 и 24 днем после заражения [21–22]. Накопление гликогена увеличивалось в инфицированных мышечных клетках в период гипогликемии, которая является результатом увеличения поглощения глюкозы пораженными клетками за счет регуляции сигнального пути инсулина, например, повышения экспрессии генов, кодирующих белки IR (инсулиновый рецептор) и Akt2 (протеинкиназа B). После этого срока содержание гликогена возвращается в норму или снижается относительно контрольных животных [12, 17].

С 15-го дня после заражения личинки начинают скручиваться, изгибаться дугообразно или в виде петли. По данным Л. Н. Силаковой (1972) формирование начальной капсулы внутри мышечного волокна начинается на 20‒24 сутки, Э. Р. Геллер и Э. В. Переверзевой (1965) — на 28‒30 сутки у большинства личинок формируется тонкая гиалиновая капсула, которая малозаметна при компрессорном исследовании, а через 2‒3 месяца после заражения образуется отчетливая двуслойная капсула. Некоторые разногласия авторов в сроках образования начальной капсулы объясняются использованием для заражения различных изолятов трихинелл или их хозяев. В наружном слое капсулы проявляется умеренная реакция на присутствие кислых полисахаридов; в интракапсулярной саркоплазме гликоген отсутствует [5, 8, 18].

Э. В. Переверзева (1966) гистологическим методом впервые выявила гликоген у 15-дневных мышечных личинок трихинелл. Наиболее интенсивный прирост гликогена отмечается с 16 по 28 день инвазии (более чем в 2 раза) [19–21].

Вывод. Таким образом, обобщая литературный обзор по данному вопросу, выяснилась ключевая роль гликогена в жизнедеятельности опасного возбудителя болезни. Быстрый рост личинки, формирование внутренних органов и накопление гликогена, главным образом в стихозоме, связаны с расходом и локализацией большого количества питательных веществ. Они поступают в развивающуюся мышечную личинку в виде пищевых мономеров в начале, т. е. до сформирования пищеварительной трубки, только через покровы, а позже, с начала инкапсуляции, через стенку капсулы и кутикулу паразита. Поэтому, концентрация гликогена в инвазионной форме возбудителя гельминтоза (мышечной личинке), напрямую влияет на его устойчивость к внешним факторам (высыханию, замораживанию, перезимовыванию и др.) и сохраняемость в условиях естественной среды обитания.

Литература:

1. Ferrer J. C. Favre C., Gomis R. R., Fernández-Novell J. M., Garcı́a-Rocha M., de la Iglesia N., Guinovart J. J. Control of glycogen deposition. FEBS letters. 2003. vol. 546(1): Р. 127–132.
2. Greenberg C. C., Jurczak M. J., Danos A. M., Brady M. J. Glycogen branches out: new perspectives on the role of glycogen metabolism in the integration of metabolic pathways. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 2006. vol. 291(1): Р. 1–8.
3. Jurczak M. J. Danos A. M., Rehrmann V. R., Brady M. J. The role of protein translocation in the regulation of glycogen metabolism. Journal of cellular biochemistry. 2008. vol. 104(2): Р. 435–443.
4. Зангинян А. В. Действие иммуностимулирующего препарата «Эхинацея Гексал» и растительного антигельминтика на систему «паразит-хозяин» при экспериментальном трихинеллезе крыс. // Медицинская наука Армении НАН РА. 2011. № 51(2). — С. 79–86.
5. Геллер Э. Р. Трихинеллез. // Труды ВАСХНИЛ. 1976. Москва: С. 6–41.
6. Переверзева Э. В. Динамика морфологических и гистохимических изменений при трихинеллезе, вызванном различными штаммами // Мат. докл. Всесоюз. конф. по проб. трихинеллеза человека и животных. Вильнюс. 1972. — С. 58–63.
7. Тимонов Е. В. Люминесцентное-микроскопическое исследование морфогенеза, миграции и питания трихинелл. Автореф. дисс. … канд. биол. Наук. М.: ВИГИС 1970. 22 с.
8. Геллер Э. Р., Малыхина А. Н., Силакова Л. Н., Тимонов Е. В. Морфо-физиологические критерии таксономической самостоятельности вида Trichinella pseudospiralis Garkavi, 1972. Паразитология. 1977. — № 11(2): С. 113–115.
9. Пенькова Р. А. Морфологические, биологические и серологические особенности трихинелл и их значение в эпизоотологии трихинеллеза: Автореф. дис. … канд. вет. наук., 1975. 20 с.
10. Тимонов Е. В. Прижизненное исследование морфогенеза кишечных трихинелл методом люминесценции. // Паразитология. 1970. № 3: С. 237–242.
11. Тимонов Е. В., Силакова Л. В. Способ питания трихинеллы как ведущий фактор адаптации к организму млекопитающих. // Паразитология. 1976. № 6: С. 506–513.
12. Kozar Z., Zarzycki J., Seniuta R., Martynowicz T. Histochemische Untersuchungen über die Darmphase der Trichinellose bei weißen Mäusen. Zeitschrift für Parasitenkunde. 1966. vol. 27(2): Р. 106–126.
13. Lee D. L. The Physiology of Nematodes. Molteno Institute of Biology and Parasitology. Cambridge. 1965. vol. 3: Р. 1–154.
14. Goldberg E. Studies on the intermediary metabolism of Trichinella spiralis. Experimental parasitology. 1957. vol. 6(4): Р. 367–382.
15. Геллер Э. Р., Гридасова Л. Ф. Приживаемость декапсулированных трихинелл в тонком кишечнике белых мышей. В кн.: Гельминты человека, животных и растений (К 90-летию акад. К. И. Скрябина). 1968. — С. 151–156.
16. Тимонов Е. В. Люминесцентное-микроскопическое исследование морфогенеза, миграции и питания трихинелл. Автореф. дисс. … канд. биол. наук — М.: ВИГИС. 1970. 22 с.
17. Kozar L., Seniuta R. Histochemical examinations in different developmental forms of Trichinella spiralis. Wiadom Parazytolog. 1974. vol. 20(1): Р. 41–47.
18. Скворцова Ф. К., Успенский А. В. Диагностика трихинеллеза на ранних стадиях развития личинок. // Российский паразитологический журнал. — 2016. № 35(1): — С. 56–58.
19. Stewart G. L. Studies in Biochemical Pathology in Trichinosis. II. Changes in Liver and Muscle Glycogen and Some Blood Chemical Parameters in Mice. Rice Institute Pamphlet-Rice University Studies. 1976. vol. 62(4): Р. 211–224.
20. Wu Z., Nagano I., Kajita K., Nishina M., Takahashi Y. Hypoglycaemia induced by Trichinella infection is due to the increase of glucose uptake in infected muscle cells. International journal for parasitology. 2009. vol. 39(4): Р. 427–434.
21. Переверзева Э. В. К вопросу о штаммовости трихинелл. Wiadom. parazytol. 1966. vol. 12(5–6): Р. 531–541.